Einschlusskörperchenkrankheit der Riesenschlangen

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  Leberpräparat einer Boa constrictor mit BIBD (HE, 1000fache Vergrößerung). Eosinophile EK in Leberzellen (ausgewählte EK mit Pfeilen markiert). Zusätzliche bakterielle Infiltration mit akuter Leberzellnekrose (dunkel gefärbte Bereiche unten links).
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  Immunhisto­chemisches Präparat der Bauchspeichel­drüse einer Boa constrictor mit BIBD: EK dunkelrot mit monoklonalen Anti-IBD-Protein-Antikörpern gefärbt (Pfeile), Zellkerne blau gegengefärbt, Balken 20 µm (L.-W. Chang et al. 2013).

TEM-Aufnahme eines Einschluss­körperchens in der Nierenzelle einer Boa constrictor (Balken 1 µm). Das Präparat wurde zusätzlich zur Negativ­kontrastierung (Uranylacetat) mit Gold-markierten, Anti-IBD-Protein-Antikörpern gefärbt, die Bindung ist an den kleinen schwarzen Punkten im Inneren des großen EK zu erkennen (L.-W. Chang et al. 2013).

Als besonderes histologisches Merkmal fielen bei den ersten Fallbeschreibungen der BIBD die sogenannten Einschlusskörperchen (EK) auf. Man fand sie in ganz unterschiedlichen Zelltypen fast aller Organe, bei Boas in sehr hoher Zahl in Epithelzellen aller Organe des Gastrointestinaltraktes (einschließlich Bauchspeicheldrüse, Leber, Tonsillen der Speiseröhre), im Epithel des Atemtraktes, in Tubuluszellen und in Nervenzellen des Zentralnervensystems (im Unterschied zu Pythons bei Boas auch in Gliazellen).[3][4] Vermehrt nachweisbare Lymphozyten im umgebenden Gewebe sind als Zeichen einer Entzündungsreaktion nur in wenigen Fällen zu beobachten.

Die EK als histopathologische Veränderung sind charakteristisch für eine ganze Reihe verschiedener Infektionen mit intrazellulären Erregern wie Viren, so dass nach diesen ersten Befunden bereits eine den gesamten Organismus betreffende (systemische) Virusinfektion als Krankheitsursache vermutet wurde. Die bei der BIBD im Zytoplasma vorkommenden EK sind in der Hämatoxylin-Eosin-Färbung besonders intensiv mit dem sauren Farbstoff Eosin anfärbbar (eosinophil), was auf eine basophile Eigenschaft der EK hindeutet. In elektronenmikroskopischen Aufnahmen gehen die sehr dunkel (elektronendicht) erscheinenden EK von Polyribosomen aus und der Rand großer EK ist oft von einem Kranz kleinerer, sich abschnürender EK umgeben. Gelegentlich sind konzentrische Strukturen innerhalb der EK zu beobachten.[5] Als Hauptbestandteil der Einschlusskörperchen konnte ein etwa 68 kDa großes Protein identifiziert werden.[6] Spezifische Antikörper gegen dieses sogenannte IBD-Protein wurden im Blut erkrankter Schlangen nachgewiesen.[7] Mit monoklonalen Antikörpern gegen dieses Protein können die Einschlusskörperchen in immunhistologischen Färbungen von Gewebeproben spezifisch angefärbt und dargestellt werden (siehe Abbildung).

In elektronenmikroskopischen Aufnahmen entdeckte Schumacher 1994 membranumhüllte, virusähnliche Partikel innerhalb der histologisch veränderten Zellen. Die Partikel waren 110 nm im Durchmesser groß und hatten im Inneren ein hexagonales, möglicherweise ikosaedrisches Kapsid. Außerhalb der Zelle waren diese Viruspartikel nicht zu beobachten.[8] Ähnliche Partikel fanden sich in primären Nieren-Zellkulturen erkrankter Abgottschlangen. Nach Injektion von zellfreien Überständen dieser Zellkulturen in zwei Dunkle Tigerpythons (Python molurus bivittatus) erkrankten die Tiere an BIBD und wiesen im Gewebe die typischen EK auf. Die zuvor beobachteten Partikel waren jedoch nicht mehr zu finden. Aufgrund ihrer Größe und des konzentrischen Kapsids nahm Schumacher an, dass es sich um Retroviren mit einer sogenannten C-Typ-Morphologie (Alpharetroviren) handeln könnte. Wozniak und Kollegen infizierten daraufhin gesunde Boas mit homogenisiertem Lebergewebe einer erkrankten Abgottschlange, das sie zuvor filtrierten (Porengröße bis 45 µm). Die Schlangen wiesen nach etwa zehn Wochen die typischen EK auf, die virusähnlichen Partikel waren wieder zu beobachten, jedoch zeigten die Tiere auch nach einem Jahr keinerlei Krankheitszeichen.[6] Damit waren zwei der drei Koch’schen Postulate zum Beweis eines Krankheitserregers als krankheitsauslösende Ursache nicht erfüllt. Eine spätere Untersuchung über das Vorkommen von Retroviren bei BIBD-erkrankten Schlangen konnte keinen Zusammenhang zwischen Viruspräsenz und Erkrankung aufzeigen.[9] Retroviren, besonders Endogene Retroviren, sind bei Amphibien und Reptilien häufig zu finden, auch Genomsequenzen von Endogenen Retroviren des C-Typs sind bei Reptilien weit verbreitet[10]. Obwohl Retroviren bei Schlangen in der Lage sind, Tumorerkrankungen auszulösen, können diese Viren auch ohne eine krankheitsauslösende Bedeutung in Zellen gesunder Pythons beobachtet werden. Gegen ein Retrovirus als Erreger der BIBD spricht zusätzlich, dass für diese Viren die Bildung großer zytoplasmatischer Einschlusskörperchen untypisch ist.

Schematischer Aufbau eines Arenavirus: Das Genom liegt in zwei getrennten Segmenten vor, dem L(arge)- und S(mall)-Segment, die jeweils vom helikal angeordneten Nukleoprotein ummantelt sind.

Die Suche nach einem Erreger erfuhr 2012 eine neue Wendung, als bei erkrankten Abgottschlangen und Ringelboas zwei Viren und eine weitere inkomplette virale Genomsequenz identifiziert wurden, die aufgrund ihrer Sequenzähnlichkeit und ihrem Genomaufbau der Familie Arenaviridae zugehörig erschienen.[11] Dies gelang mit einer moderneren Methode, der Metagenomanalyse und Sequenzierung mit einer Deep-Sequencing-Technik. Dies war der erste Nachweis von Arenaviren außerhalb von Säugetieren als Wirt. Die neuentdeckten Virusisolate wurden Golden-Gate-Virus (GGV) und California-Academy-of-Sciences-Virus (CASV) benannt. Innerhalb der Arenaviridae sind die beiden Viren deutlich von den bisherigen Gattungen verschieden, unter anderem sind die viralen Glykoproteine der Virushülle jenen der Filoviridae ähnlicher als den bisher bekannten Arenaviren. Eine weitere Arbeitsgruppe bestätigte unabhängig hiervon kurz darauf die Ergebnisse in erkrankten Abgottschlangen, in primären Zellkulturen und durch Strukturanalysen der Virionen.[12] Sie fanden ein weiteres, dem GGV und CASV sehr ähnliches Arenavirus, das Universität-Helsinki-Virus (UHV). Eine weitere Studie identifizierte im gleichen Jahr das Boa-Arenavirus NL B3 (jetzt ROUT-Virus genannt), das auf der Basis von Sequenzvergleichen dem UHV am nächsten steht.[13] Als neu zu schaffende Virusgattung schlugen die Entdecker des UHV die Virusgruppe der Boid Inclusion Body Disease-associated Arenaviruses (BIBDAV) vor, durch das International Committee on Taxonomy of Viruses wurde die neue Gattung jedoch als Reptarenavirus in die Taxonomie aufgenommen.[14]

Nach einer Aufreinigung des 68 kDa-Proteins (IBD-Protein) aus infizierten, primären Schlangenzellkulturen und einer darauf folgenden Proteinanalyse mittels Massenspektrometrie (MALDI-TOF), wurde es als virales Nukleoprotein von Reptarenaviren identifiziert.[12] Es liegt mit seiner Größe im Bereich der Nukleoproteine anderer Arenaviren (63 bis 68 kDa), die ebenfalls an Membranen zusammengelagert im Zytosol vorliegen und mit der Replikation der viralen RNA assoziiert sind.[15] Neben dieser Funktion als wichtiger Bestandteil des Replikationskomplexes (Viroplasma) macht das Nukleoprotein auch mit etwa 70 % die Hauptmasse der Virionen aus. Es ist wie alle viralen Nukleo- und Kapsidproteine basisch, was die lange bekannte eosinophile, basophile Eigenschaft der Einschlusskörperchen erklärt.

Viele weitere neue Arenaviren konnten 2015 in Abgottschlangen identifiziert und mit der BIBD in Verbindung gebracht werden.[16] Darunter waren das Universität-Gießen-Virus (UGV), Tavallinen-Suomalainen-Mies-Virus (TSMV), Hans-Kompis-Virus (HKV) und Suri-Vanera-Virus (SVaV), die alle den neuen Viren in der Gattung Reptarenavirus sehr ähnlich sind. Ein Virus, das Haartman-Institut-Schlangenvirus (HISV), fügte sich aufgrund der Sequenzanalyse jedoch nicht in diese Gattung und daher wurde vom ICTV in für diese Spezies eine weitere neue Gattung Hartmanivirus (sic!) in der Familie Arenaviridae eingerichtet. Von diesen Viren wurde jedoch nur das große der beiden Genomsegmente, das L-Segment, zur Sequenzanalyse herangezogen. Ob diese einzelnen Viren alle als eigene Arten oder nur Unterarten oder Subtypen angesprochen werden können, ist nicht abschließend geklärt.[17]

Im Vergleich zu anderen Virusinfektionen ist der Befund ungewöhnlich, dass bei Tieren mit BIBD immer eine Mischung verschiedener Reptarenaviren oder mehrere abweichende Varianten einer Virusart gleichzeitig isoliert werden. Eine Untersuchung zur Varianz, Verteilung und Übertragung dieser Viren belegte verschiedene Mechanismen, die die beobachtete Variabilität erklären können.[18] Dazu gehört ein Reassortment der beiden arenaviralen RNA-Segmente, eine intrasegmentale Rekombination zwischen gleichen Segmenten verschiedener Virusisolate und eine hohe Mutations- und Replikationsrate im neu infizierten Tier. Nach natürlicher Kontaktübertragung von einer erkrankten auf eine nichtinfizierte Schlange war im neuinfizierten Tier zunächst ein einheitlicher Virusstamm nachweisbar, der sich innerhalb weniger Wochen bis zum Ausbruch der Erkrankung in mehrere, deutlich verschiedene Virusstämme aufspaltete. Bei allen untersuchten Tieren wurden insgesamt 23 unterschiedliche Genotypen des L-Segments und 11 des S-Segments identifiziert, wobei stets nur ein S-Segment-Genotyp in einem einzelnen Tier wie auch in einer bestimmten Population von Schlangen vorherrschend war. In der überwiegenden Zahl der Fälle (77 % der Infektionen) wurde der S-Genotyp 6 nachgewiesen, der eine besonders hohe Replikationsrate oder einen optimierten Zelleintritt aufweisen könnte. Das Ausmaß der hier vorliegenden Diversität der Virusstämme und die Geschwindigkeit ihrer Neukombination ist von anderen Virusinfektionen bei Tieren und Menschen nicht bekannt.

Die Haltung von Riesenschlangen in Zoologischen Gärten und Wandermenagerien ist in Europa und Amerika seit dem 19. Jahrhundert bekannt, die häusliche Haltung in Terrarien von Privatleuten ist seit den 1950er Jahren zunehmend verbreitet. Trotz der langen Geschichte der Schlangenhaltung wurde vor dem Ende der 1970er Jahre von keiner Erkrankung berichtet, die dem tödlichen und charakteristischen Verlauf der BIBD ähnlich wäre.[19] Neben dem Neuauftreten einer bis dahin unbekannten Erkrankung sprechen ebenfalls virologische Eigenschaften dafür, dass die Infektion durch ein Überspringen der Erreger von einem noch unbekannten natürlichen Wirt auf in Gefangenschaft gehaltene Riesenschlangen erfolgte. Typisch für den Krankheitsverlauf eines in einer Tierpopulation neu auftretenden Virus ist seine oft noch nicht optimierte Übertragungsfähigkeit (geringe Kontagiosität), ein schwerer Krankheitsverlauf oder eine hohe Letalität sowie eine hohe Variabilität der Erreger im neuen Wirt. Begünstigt wird die Anpassung an einen neuen Wirt besonders durch eine erhöhte Populationsdichte der Wirte, die die Wahrscheinlichkeit mehrerer Übertragungen des Erregers zwischen den neuen Wirten auch bei Abwesenheit der ursprünglichen Infektionsquelle entscheidend erhöht.[20] Diese Zirkulation innerhalb der neuen Wirtspopulation kann zu einer Verbesserung der Übertragungs- und Replikationsfähigkeit (replicative fitness) neuer Viren führen und die Infektion damit dauerhaft in der neuen Wirtsspezies etablieren. Diese auch als viral traffic bezeichnete Zirkulation ist entscheidend bei der Etablierung neuer, sogenannter Emerging Viruses („neu entstehende Viren“).[21] Durch die Intensivierung des Tier-Tier-Kontaktes in Gefangenschaft größerer Tiergruppen kann neuen Erregern eine günstigere Gelegenheit zur Zirkulation geboten werden als unter natürlichen Bedingungen, da freilebende Riesenschlangen Einzelgänger sind.

Die wichtigsten Beispiele für einen solchen Wirtsübergang beim Menschen sind die Humanen Immundefizienzviren, die Henipaviren, das Influenza-A-Virus H5N1 oder das MERS-Coronavirus, beim Haustier das Canine Parvovirus 2. Arenaviren wie das Lassa-Virus oder das Lymphozytäre-Choriomeningitis-Virus (LCMV) sind aufgrund ihrer genetischen Variabilität und ihrer geringen Wirts- und Zellspezifität (Tropismus) für artübergreifende Infektionen bekannt. Beim Lassa-Virus sind Übertragungen von Nagetieren auf den Menschen möglich, wenn die Nagetiere der Ernährung dienen[22], so dass auch ein Übergang der neuen Arenaviren durch gefütterte Nagetiere auf die Riesenschlangen möglich erschien.

Die bei der BIBD isolierten Arenaviren können sich aufgrund des gering ausgeprägten Tropismus nicht nur in Zellkulturen mit Schlangen-Zelllinien vermehren, sondern auch in Säugetierzellen.[23] Bei dieser Vermehrung des Universität-Helsinki-Virus (UHV) in Vero-Zellen (aus Grünen Meerkatzen) und in menschlichen A549-Zellen passte sich das Virus bereits nach drei Passagen an die neuen Zellen an und erhöhte seine Replikationsrate. Überraschend war der Umstand, dass die Vermehrung des UHV in Schlangen- und Säugetierzellen bei 37 °C vollständig gehemmt wird, während bei 30 °C optimale Vermehrungsbedingungen herrschen. Daraus kann gefolgert werden, dass diese Viren in ihrer Vermehrungsfähigkeit auf die Körpertemperatur von wechselwarmen Tieren wie Reptilien und Amphibien adaptiert sind. Dies würde, ebenso wie die erheblichen Unterschiede zwischen den Reptarenaviren und den bekannten Arenaviren in Säugetieren (besonders Nagetieren) im sogenannten Z-Protein und der Hüllproteine, eine Herkunft der BIBD-assoziierten Viren von anderen Säugetieren unwahrscheinlich erscheinen lassen. Als mögliche Quelle kommt theoretisch ein Eintrag über freilebende Riesenschlangen oder andere Schlangenarten in Betracht, bei denen ursprüngliche Reptarenaviren adaptiert sind und keine Infektionskrankheit auslösen, bei ihnen die Infektion also klinisch nicht erkannt wird. Ebenso sind andere Reptilien oder Amphibien, die bei der menschlichen Tierhaltung in nicht-natürlichen Kontakt mit Riesenschlangen kommen, als ursprünglicher Wirt denkbar. Der Nachweis von häufigen Reassortments und Rekombinationen des Virusgenoms lässt die Vermutung zu, dass die pathogenen Reptarenaviren am ehesten durch Neukombination ursprünglich nicht-pathogener Viren bei freilebenden Riesenschlangen entstanden.[24] Dies würde durch einen unnatürlich dichten Tierkontakt in der Haltung und das beständige Einbringen freilebender Tiere mit natürlich vorkommenden und bei Züchtern sehr beliebten Farbvarianten der Schuppenhaut (sogenannter color morphs) begünstigt. Die in der Natur möglicherweise vorkommenden Reptarenaviren könnten derselben, geographisch unterschiedlich verlaufenden Koevolution zwischen Reservoirwirt und Schlangenvirus unterliegen, wie dies von anderen Arenaviren bekannt ist und damit die Variabilität neuer Reptarenaviren durch Neukombination erhöhen. Nach Zusammenführung der Tiere in der Gefangenschaft können aus den geographisch unterschiedlichen Varianten schließlich neue, pathogene Reptarenaviren entstehen.

Die Infektion ist zunächst asymptomatisch, der Ausbruch der Erkrankung nach einer wochen- oder meist monatelangen Inkubationszeit beginnt mit unspezifischen Zeichen wie Passivität, Rückzugsverhalten oder geringer Nahrungsaufnahme (Inappetenz) der Tiere. Bei Boas ist eine ständig wiederkehrende Regurgitation von Mageninhalt mehrere Tage nach der Nahrungsaufnahme oft das erste spezifischere Anzeichen einer BIBD. Ihr folgt oft eine vollständige Verweigerung der Nahrungsaufnahme (Anorexie) und manchmal eine irreguläre, häufige Häutung. Nach wenigen Wochen treten auffällige neurologische Symptome als Zeichen einer Infektion des Zentralnervensystems (ZNS) hinzu, die zusammen mit den Regurgitationen als typisch für die BIBD angesehen werden. Dazu gehören eine eingeschränkte räumliche Orientierung (Desorientiertheit), ein Tremor des Kopfes, Ataxie, schlaffe Lähmungen, untypisch verschlungene Körperhaltungen mit starrer, abgeknickter Kopfhaltung und ein Opisthotonus mit Krämpfen der Muskulatur. Sehr charakteristisch ist eine Haltung in teilweiser Rückenlage und die Unfähigkeit, sich aus einer Rückenlage wieder in die natürliche Bauchlage zu bewegen. Letzteres wird auch als klinisches Zeichen bei einer tierärztlichen Untersuchung genutzt. Die neurologischen Störungen machen es der Schlange unmöglich, ihre Beute zu erwürgen.[36] Der Tod tritt bei Boas mehrere Wochen nach dem Auftreten der ersten klinischen Erkrankungszeichen ein, teilweise aber auch erst nach Monaten.

Pythons zeigen keine Regurgitationen, jedoch häufig eine Anorexie.[37] Im Gegensatz zu Boas erscheinen die neurologischen Symptome früher und schwerer in ihrer Ausprägung. Typisch sind bei Pythons das Sternendeuterphänomen (star-gazing), bei dem der Kopf starr nach oben gerichtet ist, das Umkippen des Kopfes, einzeln auftretende Krampfanfälle und eine Lähmung der hinteren Körperhälfte.[38] Der klinische Verlauf bei Pythons ist insgesamt rascher, so dass der Tod wenige Wochen nach Erkrankungsbeginn eintritt.

Zu den neurologischen Symptomen bei allen Riesenschlangen treten als Zeichen einer virus-induzierten Immundefizienz weitere Symptome, die meist durch Koinfektion mit zusätzlichen (eventuell opportunistischen) bakteriellen und viralen Erregern verursacht werden.[39] Dazu gehören eine Pneumonie, eine ulzerierende Stomatitis (Maulfäule der Schlangen), eine nekrotisierende, multifokale Dermatitis, bakterielle Granulome in Leber und Niere und Osteophyten der Wirbelkörper.[40] Die virus-induzierte Immundefizienz zusammen mit der früheren Annahme einer retroviralen Infektion, führten zu der irreführenden populärwissenschaftlichen Bezeichnung Boa-AIDS oder Schlangen-AIDS für die BIBD. Auch Gewebswucherungen und Tumorerkrankungen werden bei einer BIBD beobachtet. So sind Sarkome der Haut und eine Leukämie bei der BIBD beobachtet worden.[41][42] Nach der Identifizierung der BIBD-assoziierten Arenaviren wurde aus dem Tumorgewebe eines Fibromyxoms einer an BIBD erkrankten Abgottschlange ein Virus isoliert, das wahrscheinlich ein Subtyp des California-Academy-of-Sciences-Virus darstellt.[43]

Bei akut infizierten Tieren in der Anfangsphase der Erkrankung können bei der Untersuchung klinisch-chemischer und hämatologischer Parameter Auffälligkeiten bestehen, die insgesamt aber nicht spezifisch für die Erkrankung und damit diagnostisch nicht wegweisend sind. Dazu gehören als allgemeine Entzündungsparameter eine Erhöhung der Leukozytenzahl im Blut (Leukozytose) und eine prozentuale Erhöhung des Lymphozytenanteils (relative Lymphozytose). Als Anzeichen für eine Beteiligung der Leber sind erniedrigte Werte für das Gesamtprotein und für die Globuline im Serum, sowie erhöhte Aspartat-Aminotransferase-Konzentrationen im Serum messbar. Besonders letzteres ist bei chronischen Verläufen nicht in diesem Ausmaß zu beobachten.[44]

Blutausstrich einer Boa constrictor mit BIBD. 1 bis 2 µm im Durchmesser große, basophile (blaue) Einschluss­körperchen in Erythrozyten (Pfeile), Wright-Giemsa-Färbung, 1000fache Vergrößerung

Die Diagnose einer BIBD kann durch histologische Untersuchungen von Gewebeproben, Gewebeabstrichen der Mundschleimhaut und Heparin-Vollblut gestellt werden. Bei lebenden Tieren können Leberbioptate oder Gewebeproben aus Drüsengewebe (Bauchspeicheldrüse) verwendet werden, deren Gewinnung in Vollnarkose jedoch nicht risikoarm und sehr aufwändig ist. Die ösophagealen Tonsillen sind bei Riesenschlangen gut ausgeprägt und endoskopisch für eine Biopsie leichter zugänglich.[45] Zur Beurteilung werden die fixierten und geschnittenen Gewebeproben mit der HE- oder Wright-Giemsa-Färbung angefärbt. Der mikroskopische Nachweis der typischen eosinophilen Einschlusskörperchen in Leber, Drüsengewebe, Blutlymphozyten weist auf eine BIBD hin. Nur bei Boas, nicht jedoch bei Pythons, können Einschlusskörperchen auch in Erythrozyten nachgewiesen werden und dies oft schon vor Ausbruch der Erkrankung. Zur Untersuchung wird bei Schlangen heparinisiertes Blut aus den Mundvenen oder durch Herzpunktion entnommen.[46]

Das Fehlen dieser Anzeichen bei einer Gewebe- oder Blutuntersuchung schließt eine Infektion jedoch prinzipiell nicht aus. Die Erkrankung kann durch eine Sektion toter Tiere zweifelsfrei nachgewiesen werden, wobei die typischen histologischen Anzeichen neben anderen Organen vor allem in Hirn-, Leber- und Bauchspeicheldrüsengewebe zu finden sind.

Ein direkter Erregernachweis von Reptarenaviren in Gewebeabstrichen und Gewebeproben mittels PCR kann versucht werden, die Aussagekraft eines solchen Nachweises in der Praxis ist derzeit noch nicht ausreichend erprobt (Stand 2016). Der negativ prädiktive Wert einer PCR auf arenavirale RNA insbesondere bei lebenden Tieren ist noch unklar.[47]

Für Forschungszwecke kann eine Virusanzucht und Identifizierung in der Zellkultur erfolgen. Ein serologischer Test zum Nachweis spezifischer Antikörper steht für die Routinediagnostik noch nicht zur Verfügung. Antikörper gegen das in den Einschlusskörperchen überwiegend vorkommende p68-IBD-Protein erreichten in serologischen Tests bei einer Studie mit 93 Tieren eine Spezifität von 100 % und eine Sensitivität von 83 %.[48] Experimentell konnte Reptarenaviren-spezifisches Anti-IgM und Anti-IgY (dem Pendant zu IgG bei Reptilien) isoliert und zur Herstellung von Antikörpern für serologische Nachweise im Immunblot oder der direkten Immunfluoreszenztestung hergestellt werden.[49]

Das klinische Bild einer Regurgitation (bei Boas) verbunden mit neurologischen Symptomen weist auf eine BIBD hin, jedoch können auch andere Erkrankungen mit ähnlichen Symptomen auftreten und kommen daher differentialdiagnostisch in Betracht.[50][51] Eine Regurgitation kann bei verschiedenen anderen Infektionskrankheiten der Schlangen beobachtet werden, so einer Infektion des Verdauungstraktes mit Amöben, Trichomonaden, Coccidien, Kryptosporidien, verschiedene Wurminfektionen mit Fadenwürmern oder einer bakteriellen Gastritis, Enteritis und Stomatitis. Erbrechen von angedauter Nahrung ist ein häufiges Symptom bei Vergiftungen. Bei einer Vergiftung mit Phosphorsäureestern, die unter anderem zur Bekämpfung der Schlangenmilben eingesetzt werden, ist das Erbrechen mit neurologischen Symptomen verbunden. Erbrechen ist bei einer Sepsis, einer Tumorerkrankung, einer zu hohen Umgebungstemperatur oder als Folge einer Gewalteinwirkung durch falsche Handhabung der Tiere ein häufiges Symptom. Die neurologischen Symptome treten auch bei einer Enzephalitis viraler, bakterieller oder parasitärer Genese auf. Die wichtigsten Differentialdiagnosen sind eine Infektion mit Paramyxoviren (Schlangen-Paramyxoviren ATCC-VR-1408 und -1409), die neurologische und respiratorische Symptome aufweisen kann, sowie Krampfanfälle kombiniert mit gastrointestinalen Symptomen bei einer invasiven Infektion mit Entamoeba invadens oder Acanthamoeba-Arten.